REGIS DANIEL

REGIS DANIEL

Poste Actuel 

Directeur de Recherche, Institut de Chimie du CNRS

    CONTEXTE

    Notre recherche a pour objectifs la détermination des propriétés structurales et fonctionnelles des polysaccharides bioactifs glycosaminoglycanes (GAGs), de leurs analogues d’origine algale et de leurs mimes chimiques [ANR HomeoGAG. 2022], et la compréhension de leurs mécanismes d’action vis-à-vis de cascades biologiques et de protéines partenaires (immunité innée dans le système du complément humain, chimiokines, inflammation). Le Vivant repose pour son fonctionnement sur les propriétés structurales et fonctionnelles de grandes familles de biopolymères, parmi lesquelles celle des polysaccharides exposés à la surface cellulaire ou constituant des glyco-conjugués avec les protéines reste encore mal connue. Cantonnés aux rôles  structuraux et de soutien, les polysaccharides ont gagné depuis peu leur place dans le concert des acteurs biomoléculaires du Vivant, soulevant toutes une série de questions sur les bases structurales et les mécanismes moléculaires de leurs propriétés fonctionnelles.

    AXE STRUCTURAL

    Le progrès des connaissances dans ce domaine nécessite de lever des verrous analytiques en particulier pour la caractérisation structurale et le séquençage de séquences glucidiques bioactives, dont les méthodes font aujourd’hui encore défaut. Nous adressons ces défis par une approche pluridisciplinaire à l’interface de la chimie, de la physique et de la biologie. Nous exploitons en particulier les fortes potentialités de la spectrométrie de masse (MS) dans le domaine de la glycobiologie, et ses couplages avec la mobilité ionique [Rapid Commun. Mass Spectrom. 2017], la chromatographie [HAL] et la spectroscopie UV et infra-rouge [Curr. Opin. Struct. Biol. 2018] afin de décoder le contenu informationnel porté par les séquences bioactives. Cet alphabet à déchiffrer repose des déterminants structuraux – entre autres : distribution de groupes sulfate, anomèrie, épimérisation – conduisant à une syntaxe isomérique d’une complexité considérable. Nous étudions également la lecture de ces séquences à l’échelle de la molécule unique en exploitant les propriétés de confinement de nanopores biologiques [ACS Nano. 2012], à l’image des procédés de séquençage par nanopore existant déjà pour les acides nucléiques. Nous montrons que des séquences oligosaccharidiques de GAGs peuvent être analysées et distinguées par cette méthode nanopore [Eur. Phys. J E Soft Matter. 2018].

    AXE FONCTIONEL

    L’élucidation structurale de séquences glucidiques bioactives est le préalable à l’établissement de relations structure/activité. En particulier, afin de mieux comprendre les mécanismes d’interaction et de formation de complexe non-covalents glucide-protéine, nous développons les couplages entre l’électrophorèse capillaire d’affinité et la MS électrospray (ACE-MS), et entre la résonnance plasmonique de surface par imagerie et la MS MALDI (SPRi-MS) [Antibody Arrays, Methods and Protocols, Springer US. 2020], ces deux méthodes étant « label-free » et particulièrement adaptées aux complexes protéine-glucide [Anal. Bioanal. Chem. 2020]. Ces couplages MS permettent d’identifier des séquences glucidiques liantes et de caractériser les complexes non-covalents formés (stœchiométrie, constantes thermodynamiques). Du côté du partenaire protéique, nous étudions les processus d’oligomérisation et de modifications conformationnelles engendrés par la liaison d’une séquence glucidiques. Comme pour le défi d’analyse structural, celui posé par la formation de ces complexes glyco-protéique non-covalents nécessite des approches innovantes. Celle que nous développons avec le marquage résolu en temps par rayonnement synchrotron et analyse MS permet de cartographier finement la surface protéique exposée au solvant et d’identifier sur la protéine en solution les domaines impliqués dans la liaison du ligand oligosaccharidique [J. Synchr. Rad. 2017].

    Nous complétons ce dispositif d’étude fonctionnelle, par la caractérisation d’enzymes agissant sur les oligo/polysaccharides de GAGs telles que les enzymes humaines sulfatases HSulfs [Biochem. Biophys. Rep. 2019] et polysaccharidase hyaluronidase [Glycobiology. 2021], et bactérienne CS 4-O-sulfatase [Biochem. J. 2020] qui se révèlent des outils précieux d’exploration structurale et fonctionnelle [ANR Sulf@as. 2022].

    L’ensemble de ces travaux s’appuie sur le riche plateau instrumental du LAMBE comprenant la plate-forme de spectrométrie de masse (7 instruments et ses couplages LC, EC et SPR) labelisée Génopole, les dispositifs nanopore et l’imagerie AFM, ainsi que sur les lignes de lumière METROLOGIE, et DISCO du Synchrotron SOLEIL.

    • Institut de Biologie Moléculaire et Cellulaire (Université́ Miguel Hernandez , Espagne)
    • Centre de Recherche National en Glyco- ingénierie (Université Shandong, Chine)
    • Laboratoire Structure Activité des Biomolécules Normales & Pathologiques (U1204 Inserm/Université Paris-Saclay)
    • Institut de Chimie Moléculaire et des Matériaux d'Orsay (UMR 8182 CNRS/Univ. Paris-Saclay) Glycosaminoglycanes et Diversité Moléculaire
    • Centre interdisciplinaire de recherche en biologie
    • Collège de France (UMR 7241 CNRS/U1050 INSERM) Développement et Neuropharmacologie -
    • ENS – Département de chimie, Peptides and glycopeptides, mimotopes,
    • Dept. Biologie Structurale (Institut Pasteur) Plateforme d'ingénierie des anticorps - Lignes DISCO et Métrologie - Synchrotron SOLEIL (CNRS - CEA Univ Paris-Saclay)
    • CERMAV (CNRS UPR 5301) Chimie et biotechnologie des oligosaccharides
    • Unité de Glycobiologie Structurale et Fonctionnelle (UMR 8576 CNRS/Université Lille),
    • Laboratoire Écosystèmes Microbiens et Molécules Marines pour les Biotechnologies (IFREMER, Nantes )Dérivés mimétiques de GAGs à partir de polysaccharides d’origine marine
    • Groupe Structure et Activité des Glycosaminoglycanes (Institut de Biologie Structurale, CNRS UMR 5075, CEA, Université Grenoble Alpes)
    • Institut de Chimie Organique et Analytique (CNRS UMR 7311, Univ Orléans) Glycochimie et glycosaminoglycanes
    • Confinement, translocation et signatures électriques de glucides bioactifs dans des nanopores – P. Bayat – Post-doc LabEx Charmmmat (Axe Sondes multifunctionnelles et stratégies multi-échelles, 2019-2021)
    • Structure et propriétés d’interaction de glucides bioactifs et de mimes par spectrométrie de masse et méthodes séparatives et thermodynamiques couplées – S. Poyer – Post-doc ANR ( CE16 - Neurosciences moléculaires et Cellulaires - Neurobiologie du Développement, 2021-2022)
    • Caractérisation et rôles biologiques de biomarqueurs glucidiques de mucopolysaccharidoses – C. Rambaud – Doct. Ecole doctorale Structure et Dynamique des Systèmes VivantsUniv. Paris-Saclay (2019-2022)
    • Caractérisation structurale protéomique et fonctionnelle d'endosulfatases humaines Hsulfs – M. Bilong – Doct. Ecole doctoraleStructure et Dynamique des Systèmes Vivants, Univ. Paris-Saclay (2018-2022)
    • Couplage de la résonance plasmonique de Surface par imagerie et de la spectrométrie de masse – A. Halushkina – Doct Ecole doctorale Structure et Dynamique des Systèmes Vivants Univ. Paris-Saclay (2016-2021)
    • Etude par spectrométrie de masse des réactions enzymatiques catalysées par l’endoglycosidase hyaluronidase – N. El Omrani – Master 2 LabEx Charmmmat (Master biologiemoléculaire et cellulaire, Sorbonne Université Paris, 2021)
    • Nouvelles sondes pour le couplage de la résonance plasmonique de surface avec la spectrométrie de masse – A. Lutfiu – Master 2 Génopole (Master Biologie moléculaire et cellulaire, Sorbonne Université Paris, 2021)
    • Cours et Travaux dirigés d’analyse structurale en licence et Master à l’Université d’Evry Val d’Essonne.
    • Enseignement en Formation Permanente.

    Les documents correspondant à mes publications sont disponibles sur ma page HAL 

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