REGIS DANIEL

CONTEXTE

Notre recherche vise à déterminer les propriétés structurales et fonctionnelles des polysaccharides bioactifs, en particulier les glycosaminoglycanes (GAGs) (ANR GAGs NanoSensor 2025), ainsi que celles de leurs analogues d’origine algale et de leurs mimétiques chimiques [ANR HomeoGAG 2022]. Nous cherchons également à comprendre leurs mécanismes d’action vis-à-vis des cascades biologiques et des protéines partenaires, notamment dans les domaines de l’immunité innée du système du complément humain, des chimiokines et de l’inflammation. Le fonctionnement du vivant repose sur les propriétés structurales et fonctionnelles de grandes familles de biopolymères, parmi lesquelles les polysaccharides et en particulier ceux exposés à la surface cellulaire, présents dans la matrice extracellulaire ou constituant, avec les protéines, des glyco-conjugués. Longtemps considérés uniquement pour leurs rôles structuraux et de soutien, les polysaccharides ont récemment été reconnus comme des acteurs clés parmi les biomolécules du vivant, soulevant de nombreuses questions sur les bases structurales et les mécanismes moléculaires responsables de leurs propriétés fonctionnelles. Nous explorons ces propriétés en adoptant une approche interdisciplinaire et en utilisant les équipements exceptionnels de spectrométrie de masse et de biophysique d’objet unique (AFM, nanopore) disponibles au LAMBE.

AXE STRUCTURAL

L'élucidation structurale des séquences glucidiques bioactives est essentielle pour établir des relations structure/activité. Les progrès dans ce domaine nécessitent de surmonter des obstacles analytiques, notamment pour le séquençage des glucides, dont les méthodes sont encore insuffisantes aujourd'hui. En effet, l'information portée par les séquences bioactives repose sur des déterminants structuraux (distribution des groupes sulfate, anomérie, épimérisation, entre autres) dont la combinaison conduit à une syntaxe isomérique d'une complexité considérable. Nous relevons ces défis par une approche pluridisciplinaire à l'interface de la chimie, de la physique et de la biologie. Nous exploitons en particulier les grandes potentialités de la spectrométrie de masse (MS) dans le domaine de la glycobiologie, notamment au travers de ses couplages, comme avec la mobilité ionique [Rapid Commun. Mass Spectrom. 2017], la chromatographie [Anal Bioanal Chem 2021] et la spectroscopie UV et infrarouge [Curr. Opin. Struct. Biol. 2018].

Nous cherchons également à rendre possible la lecture de ces séquences à l'échelle de la molécule unique en utilisant les propriétés de confinement des nanopores biologiques [Eur. Phys. J E Soft Matter. 2018], à l’image des récents procédés de séquençage par nanopore des acides nucléiques. Nous avons ainsi démontré que des séquences oligosaccharidiques de GAGs peuvent être analysées et distinguées par cette méthode nanopore, ouvrant la voie du séquençage glucidique [Nat Commun 13, 5113 (2022)].

AXE FONCTIONNEL

L'implication des polysaccharides dans les processus biologiques repose sur leur interaction avec des protéines partenaires. Pour mieux comprendre les mécanismes d'interaction et de formation de complexes non-covalents glucide-protéine, nous développons des méthodes d'affinité exploitant des couplages avec la spectrométrie de masse (MS). Cela inclut notamment le couplage entre l'électrophorèse capillaire d'affinité et la MS électrospray (ACE-MS), ainsi que le couplage entre la résonance plasmonique de surface par imagerie et la MS MALDI (SPRi-MS) [Antibody Arrays, Methods and Protocols, Springer US. 2020]. Étant "label-free", ces deux méthodes, sont particulièrement adaptées aux complexes protéine-glucide [Anal. Bioanal. Chem. 2020]. Ces couplages MS permettent d'identifier des séquences glucidiques liantes et de caractériser les complexes non-covalents formés (stœchiométrie, constantes thermodynamiques).

Du côté du partenaire protéique, nous étudions les processus d'oligomérisation et de modifications conformationnelles engendrés par la liaison d'une séquence glucidique. Comme pour le défi d'analyse structurale, celui posé par la formation de ces complexes glycoprotéiques non-covalents nécessite des approches innovantes. Celle que nous développons avec le marquage résolu en temps par rayonnement synchrotron (Synchrotron SOLEIL) et analyse MS permet de cartographier finement la surface protéique exposée au solvant et d'identifier sur la protéine en solution les domaines impliqués dans la liaison du ligand oligosaccharidique [J. Synchr. Rad. 2017].

Récemment, nous avons développé une nouvelle approche basée sur la technologie de photométrie de masse permettant de mesurer à l'échelle de la molécule unique la formation de complexes biomoléculaires et l'état d'oligomérisation de protéines (https://sco.lt/6UWbgG).

Nous complétons ce dispositif d'étude fonctionnelle par la caractérisation d'enzymes agissant sur les oligo/polysaccharides de GAGs, telles que les enzymes humaines endosulfatases HSulfs [Biochem. Biophys. Rep. 2019], la polysaccharidase hyaluronidase [Glycobiology, 2021], et d'origine bactérienne, comme la chondroïtine sulfate 4-O-sulfatase [Biochem. J. 2020]. Nous avons découvert une caractéristique unique de l'endosulfatase humaine HSulf-2, à savoir une modification post-traductionnelle singulière constituée d'une chaîne de chondroïtine sulfate dont la présence module l'activité catalytique et joue un rôle dans la biodisponibilité de l'enzyme dans la matrice extracellulaire [Sci Rep, 2023]. Ces enzymes se révèlent de précieux outils d'exploration structurale [ANR Sulf@as, 2022] et fonctionnelle [ANR Sulfoglia, 2027].

L'ensemble de ces travaux s'appuie sur le riche plateau instrumental du LAMBE, comprenant la plate-forme de spectrométrie de masse (8 instruments et leurs couplages LC, EC et SPR, dont un spectromètre de mobilité ionique cyclique) labellisée Génopole, les dispositifs nanopore et l'imagerie AFM, ainsi que sur les lignes de lumière METROLOGIE et DESIRS du Synchrotron SOLEIL.

• Institut de Biologie Moléculaire et Cellulaire (Université́ Miguel Hernandez , Espagne)
• Centre de Recherche National en Glyco- ingénierie (Université Shandong, Chine)
• Laboratoire Structure Activité des Biomolécules Normales & Pathologiques (U1204 Inserm/Université Paris-Saclay)
• Institut de Chimie Moléculaire et des Matériaux d'Orsay (UMR 8182 CNRS/Univ. Paris-Saclay) Glycosaminoglycanes et Diversité Moléculaire
• Centre interdisciplinaire de recherche en biologie
• Collège de France (UMR 7241 CNRS/U1050 INSERM) Développement et Neuropharmacologie -
• ENS – Département de chimie, Peptides and glycopeptides, mimotopes,
• Dept. Biologie Structurale (Institut Pasteur) Plateforme d'ingénierie des anticorps - Lignes DISCO et Métrologie - Synchrotron SOLEIL (CNRS - CEA Univ Paris-Saclay)
• CERMAV (CNRS UPR 5301) Chimie et biotechnologie des oligosaccharides
• Unité de Glycobiologie Structurale et Fonctionnelle (UMR 8576 CNRS/Université Lille),
• Laboratoire Écosystèmes Microbiens et Molécules Marines pour les Biotechnologies (IFREMER, Nantes )Dérivés mimétiques de GAGs à partir de polysaccharides d’origine marine
• Groupe Structure et Activité des Glycosaminoglycanes (Institut de Biologie Structurale, CNRS UMR 5075, CEA, Université Grenoble Alpes)
• Institut de Chimie Organique et Analytique (CNRS UMR 7311, Univ Orléans) Glycochimie et glycosaminoglycanes

• Confinement, translocation et signatures électriques de glucides bioactifs dans des nanopores – P. Bayat – Post-doc LabEx Charmmmat (Axe Sondes multifunctionnelles et stratégies multi-échelles, 2019-2021)
• Structure et propriétés d’interaction de glucides bioactifs et de mimes par spectrométrie de masse et méthodes séparatives et thermodynamiques couplées – S. Poyer – Post-doc ANR ( CE16 - Neurosciences moléculaires et Cellulaires - Neurobiologie du Développement, 2021-2022)
• Caractérisation et rôles biologiques de biomarqueurs glucidiques de mucopolysaccharidoses – C. Rambaud – Doct. Ecole doctorale Structure et Dynamique des Systèmes VivantsUniv. Paris-Saclay (2019-2022)
• Caractérisation structurale protéomique et fonctionnelle d'endosulfatases humaines Hsulfs – M. Bilong – Doct. Ecole doctoraleStructure et Dynamique des Systèmes Vivants, Univ. Paris-Saclay (2018-2022)
• Couplage de la résonance plasmonique de Surface par imagerie et de la spectrométrie de masse – A. Halushkina – Doct Ecole doctorale Structure et Dynamique des Systèmes Vivants Univ. Paris-Saclay (2016-2021)
• Etude par spectrométrie de masse des réactions enzymatiques catalysées par l’endoglycosidase hyaluronidase – N. El Omrani – Master 2 LabEx Charmmmat (Master biologiemoléculaire et cellulaire, Sorbonne Université Paris, 2021)
• Nouvelles sondes pour le couplage de la résonance plasmonique de surface avec la spectrométrie de masse – A. Lutfiu – Master 2 Génopole (Master Biologie moléculaire et cellulaire, Sorbonne Université Paris, 2021)

Les documents correspondant à mes publications sont disponibles sur ma page HAL